数字式动物体温计主要用户测量大鼠、小鼠、兔子的体温，选择合适的探头，也可以测量肛温、组织温度、皮肤温度；

有多种型号的温度探头可供选择，敬请来电咨询。

主要特点：

· 精度：0.1°C的显示精度，完美的稳定性；

· 测量范围：-100°C-200°C；

· 多种探头可选：针状、软光纤、平面、带圆头等适合各种脏器、软组织的探头；

· 应用：脑温测量、肝温测量、组织液温度测量、各脏器腔内温度测量、肛温测量等；

· 输出：模拟输出功能；

多种探头可供选择：

RET-3-ISO型小鼠肛温探头 隔离式：热电偶传感器与金属护套电隔离，以减少与其他传感器的电干扰	RET-2-ISO型大鼠肛温探头 隔离式：热电偶传感器与金属护套电隔离，以减少与其他传感器的电干扰
RET-3型小鼠肛温探头	RET-4型大鼠肛温探头
MT-23型针型探针，适合皮下和组织温度测量	MT-24型纤毛探针，适合脑室温度测量

RET-4型直肠探头 长度91cm（可加长），直径0.8mm，尖端最大 1mm	更多其他探头可选 用来测量皮肤，口腔，组织，直肠的温度

部分温度探头的技术参数：

	RET-3	RET-2
适用动物	小鼠	大鼠
探头直径	0.71mm	1.5mm
时间常数	0.5sec	0.8sec
引线长	1.5m	1.5m
热电偶丝及探头材料	铜-康铜不锈钢	铜-康铜不锈钢
探头长度	19.1 mm	25.4 mm
准确度	0.1℃	0.1℃
消毒	用气（ETO）或戊二醛	用气（ETO）或戊二醛
最高温度量度	125 °C	125 °C

肛温测量：可以使用润滑油辅助；温度传感器的插入肛门深度不少于全长的3/4

型号：BAT-12 温度测量仪主机

型号：PTM1 温度测量仪主机

主要特点：

· 触摸模式键具有高度可靠的触觉和音频反馈，可以同时显示温度、时间、日期及连接探头的类型（T,J 或 K）；

· 使用四节可更换 7 号电池，恢复供电时不需要重新设置参数；

· 可使用 T 型温度探头，也可以连接 J 型和 K 型温度探头；

· 内置存储器可存储最大和最小测量温度，允许用户存储 50 组数据，为存储的每组读数分配一个查询编号，便于查看；

· 该设备具备 50/60Hz 交流电噪音抑制功能，结合隔离式探头适用于电生理实验；

· 温度测量时可选择摄氏度或华氏度两种温度单位；

· 多个工作模式：测量模式，最大模式，最小模式，保持模式，设置模式和召回模式；

· 也有多个触摸按键：开关机键、保持键，设置键、保存键、左召回键、右清除键、温度单位选择键和最大最小模式键；

· 可用于检测大鼠、小鼠和其他小动物的直肠、口腔、食管或其他身体组织的温度等；

如果待测老鼠数量多，可以根据需要，选择多通道温度测量仪：

主要特点：

· 精度：0.1°C的显示精度，完美的稳定性；可在电脑上进行编程；

· 同时可以测量1-7只动物；

· 精确度为±0.1°C；

· 稳定性为±0.1°C；

· 分辨率为0.01°C ；

· 每秒测量16个数值；

根据需求，也可以选择动物体温遥测系统 和 植入式体温胶囊：

动物体温遥测系统

· 无线遥测，测量动物的心率、体温、活动量

· 植入式E-Mitter转发器没有电池

· 长期监测-植入装置后允许连续、遥测实验动物一生

· 准确、可靠，报告清醒无束缚动物的生理和行为数据

     

植入式体温胶囊

· 体积小巧，食用方便，对机体无损害

· 实时连续无创监测

· 传输参数：传输距离1-3m，传输频率433Hz

· 使用寿命：20天

· 规格参数：17.7*8.9mm，重1.7g

如需对手术过程中的动物进行保温作业，可以选用动物体温维持仪（动物手术保温毯）

体温维持仪（动物手术保温毯）采用反馈控制的原理进行工作：实时测量动物的体温，通过动物体温的波动和实时的情况，来反馈控制加热毯的工作状态。（非常适合对手术过程中的大鼠和小鼠进行体温维持工作）

动物手术保温毯具有测温、控温和电加热功能，用于维持试验动物正常体温。本仪器测、控精度高，响应迅速快，工作稳定可靠，对实验环境无电磁干扰。

 

型号:TCAT-2

使用简单：

1、 仪器连接；

2、 温度的设定；

3、 肛温探头安放到位；

通过温度探头的反馈数据，控制设备的运行状态：多种保温板、保温毯可供选择。

HP-4M小鼠保温板，尺寸：10.2*3.8cm （适合小鼠脑定位仪适配器）	HP-1M型大鼠保温板，尺寸：22*11cm （推荐）
WB-1型小鼠保温毯，尺寸20*15cm	WB-2型大鼠保温毯，尺寸： 25*25cm

HL-1型保温灯：通过主机反馈控制，防止温度过高	W150-4型保温灯：通过主机反馈控制，防止温度过高

参考文献：
1.Kravchenko JA, Goldberg EM, Mattis J. Optogenetic and chemogenetic manipulation of seizure threshold in mice. STAR Protocols. 2023/03/17/ 2023;4(1):102019.
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3.Ganesan V, Sharma A, Tomar S, Schuler CF, Hogan SP. IL-4 receptor alpha signaling alters oral food challenge and immunotherapy outcomes in mice. Journal of Allergy and Clinical Immunology.2023/01/01/ 2023;151(1):182-191.e186.
4.Sarver DC, Xu C, Velez LM, et al. Dysregulated systemic metabolism in a Down syndrome mouse model.Molecular Metabolism. 2023/02/01/ 2023;68:101666.
5.Himmel NJ, Sakurai A, Donaldson KJ, Cox DN. Protocols for measuring cold-evoked neural activity and cold tolerance in Drosophila larvae following fictive cold acclimation. STAR Protocols. 2022/09/16/2022;3(3):101510.
6.Tang J-S, Chiang CY, Dostrovsky JO, Yao D, Sessle BJ. Responses of neurons in rostral ventromedial medulla to nociceptive stimulation of craniofacial region and tail in rats. Brain Research. 2021/09/15/2021;1767:147539.
7.Sprenger RJ, Milsom WK. Respiratory development in burrowing rodents: Effect of perinatal hypercapnia. Respiratory Physiology & Neurobiology. 2021/06/01/ 2021;288:103640.
8.Xiao H, Bozi LHM, Sun Y, et al. Architecture of the outbred brown fat proteome defines regulators of metabolic physiology. Cell. 2022/11/23/ 2022;185(24):4654-4673.e4628.
9.Fischer AW, Jaeckstein MY, Gottschling K, et al. Lysosomal lipoprotein processing in endothelial cells stimulates adipose tissue thermogenic adaptation. Cell Metabolism. 2021/03/02/ 2021;33(3):547-564.e547.

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